NORMA Oficial Mexicana
NOM-180-SSA1-1998, Salud ambiental. Agua para uso y consumo humano. Equipos de
tratamiento de tipo doméstico. Requisitos sanitarios.
Al margen un sello con el Escudo
Nacional, que dice: Estados Unidos Mexicanos.- Secretaría de Salud.-
Subsecretaría de Regulación y Fomento Sanitario.- Dirección General de Salud
Ambiental.
NORMA OFICIAL MEXICANA
NOM-180-SSA1-1998. SALUD AMBIENTAL. AGUA PARA USO Y CONSUMO HUMANO. EQUIPOS DE
TRATAMIENTO DE TIPO DOMESTICO. REQUISITOS SANITARIOS.
JAVIER CASTELLANOS COUTIÑO, Presidente
del Comité Consultivo Nacional de Normalización de Regulación y Fomento
Sanitario, con fundamento en los artículos 39 de la Ley Orgánica de la
Administración Pública Federal; 4o. y 69-H de la Ley Federal de Procedimiento
Administrativo; 13 apartado A) fracción I, 118 fracción II y 119 fracción II de
la Ley General de Salud; 25 del Reglamento Interior de la Secretaría de Salud;
41, 43, 45, 46 fracción II, y 47 de la Ley Federal sobre Metrología y
Normalización; 28 y 24 del Reglamento de la Ley Federal sobre Metrología y
Normalización; 214 fracción IV y 225 del Reglamento de la Ley General de Salud
en Materia de Control Sanitario de Actividades, Establecimientos, Productos y
Servicios, y
CONSIDERANDO
Que con fecha 13 de diciembre de 1999,
en cumplimiento del acuerdo del Comité y de lo previsto en el artículo 47 de la
Ley Federal sobre Metrología y Normalización, se publicó en el Diario Oficial
de la Federación el proyecto de la presente Norma Oficial Mexicana a efecto
que dentro de los sesenta días naturales posteriores a dicha publicación, los
interesados presentaran sus comentarios al Comité Consultivo Nacional de
Normalización de Regulación y Fomento Sanitario.
Que con fecha 19 de junio de 2000,
fueron publicadas en el Diario Oficial de la Federación las respuestas a
los comentarios recibidos por el mencionado Comité, en términos del artículo 47
fracción III de la Ley Federal sobre Metrología y Normalización.
Que en atención a las anteriores
consideraciones, contando con la aprobación del Comité Consultivo Nacional de
Normalización de Regulación y Fomento Sanitario, se expide la
siguiente:
NORMA OFICIAL MEXICANA
NOM-180-SSA1-1998, SALUD AMBIENTAL. AGUA PARA USO Y CONSUMO HUMANO. EQUIPOS DE
TRATAMIENTO DE TIPO DOMESTICO. REQUISITOS SANITARIOS
LK19Prefacio
En la elaboración de esta Norma Oficial
Mexicana participaron las unidades administrativas e instituciones
siguientes:
SECRETARIA DE SALUD.
Dirección General de Salud Ambiental.
Laboratorio Nacional de Salud Pública.
SECRETARIA DE MEDIO AMBIENTE, RECURSOS NATURALES Y PESCA.
Dirección de Normas.
CAMARA NACIONAL DE LA INDUSTRIA DE LA TRANSFORMACION.
Consejo Paramédico.
PROCURADURIA FEDERAL DEL CONSUMIDOR.
BECKTON AND DICKINSON, S.A.
INDUSTRIAS MASS, S.A. DE C.V.
MERCK DE MEXICO, S.A.
HARMONY BROOK DE MEXICO, S.A.
AMWAY DE MEXICO.
OZONO OPTIMO, S.A. DE C.V.
INSTAPURA, S.A. DE C.V.
INDICE
0.
Introducción1.Objetivo2.Campo de aplicación3.Referencias4.Definiciones5.Símbolos y abreviaturas6.Clasificación7.Disposiciones sanitarias8.Concordancia con normas internacionales y mexicanas9.Bibliografía10.Observancia de la Norma11.VigenciaApéndice Normativo AApéndice Informativo AApéndice Informativo B
0. Introducción
El objetivo de los programas de
abastecimiento de agua para uso y consumo humano es asegurar que toda la
población alcance una dotación adecuada de agua de buena calidad. En México, en
la práctica, no se han alcanzado estas metas, por lo que un cierto número de
usuarios recurre a métodos intradomiciliarios para subsanar deficiencias de la
calidad del agua suministrada a nivel municipal.
Los métodos intradomiciliarios o
domésticos para purificar el agua de consumo humano, consisten en la aplicación
de equipos de tratamiento y sustancias germicidas, orientados fundamentalmente
al aspecto bacteriológico, considerado como de riesgo inmediato a la salud y, en
casos específicos, a la depuración de características físicas y/o
químicas.
La Secretaría de Salud, con el consenso
de los sectores involucrados, presenta esta Norma Oficial Mexicana que incluye
clasificaciones y disposiciones sanitarias para los equipos de tratamiento que
coadyuvarán a elevar la calidad del agua destinada al uso y consumo
humano.
1. Objetivo
Esta Norma Oficial Mexicana establece
los requisitos que deben cumplir los equipos de tratamiento de agua de tipo
doméstico.
2. Campo de aplicación
Esta Norma Oficial Mexicana es de
observancia obligatoria en el territorio nacional para las personas físicas o
morales que se dediquen al proceso e importación de los equipos a que se refiere
esta norma.
3. Referencias
Para la correcta aplicación de esta
Norma Oficial Mexicana es necesario consultar las siguientes:
|
3.1
NOM-014-SSA1-1993
|
Procedimientos sanitarios para el
muestreo de agua para uso y consumo humano distribuida por sistemas de
abastecimiento públicos y privados.
|
|
3.2
NOM-041-SSA1-1993
|
Agua purificada envasada.
Especificaciones sanitarias.
|
|
3.3
NOM-092-SSA1-1994
|
Método para la cuenta de bacterias
aerobias en placa.
|
|
3.4
NOM-110-SSA1-1993
|
Preparación y dilución de muestras de
alimentos para su análisis bacteriológico.
|
|
3.5
NOM-112-SSA1-1994
|
Determinación de bacterias coliformes.
Técnica del número más probable.
|
|
3.6
NOM-127-SSA1-1994
|
Salud Ambiental. Agua para uso y
consumo humano. Límites permisibles de calidad y tratamientos a que debe
someterse el agua para su potabilización.
|
|
3.7
NOM-008-SCFI-1993
|
Sistema general de unidades de
medida.
|
4. Definiciones
Para efectos de esta Norma Oficial
Mexicana se entiende por:
4.1 Bactericida
, a la sustancia o medio que mata o destruye bacterias.
4.2 Bacteriostático
, a la sustancia o medio que tiene la capacidad de inhibir el
crecimiento de bacterias, sin matarlas o destruirlas.
4.3 Equipo de tratamiento de
agua
, de tipo doméstico, al que se
instala en punto de uso domiciliario de agua para beber o cocinar, con
propósitos de retener, matar, destruir o inhibir las bacterias presentes en
ella.
4.4 Germicida
, al agente químico que destruye microorganismos especialmente
patógenos, lo que no necesariamente incluye la capacidad de destrucción de
esporas.
4.5 Método de prueba
, al procedimiento analítico utilizado en el laboratorio para
comprobar que un producto satisface las especificaciones que establece la
norma.
4.6 Vida útil
, al tiempo que es útil el equipo de potabilización.
5. Símbolos y
abreviaturas
El significado de los símbolos y
abreviaturas utilizados en esta Norma es el siguiente:
| 5.1 |
°C
|
Grado Celsius.
|
|
5.2
|
g
|
Gramo.
|
|
5.3
|
l
|
Litro.
|
|
5.4
|
ml
|
Mililitro.
|
|
5.5
|
mm
|
Milímetro.
|
|
5.6
|
nm
|
Nanómetro.
|
|
5.7
|
NMP
|
Número más
probable.
|
|
5.8
|
pH
|
Potencial de
hidrógeno.
|
|
5.9
|
UFC
|
Unidades formadoras de
colonias.
|
|
5.10
|
%
|
Por
ciento.
|
6. Clasificación
Los equipos de tratamiento de agua de
tipo doméstico objeto de esta norma, se clasifican en la forma
siguiente:
6.1
Equipo dosificador de productos o sustancias, químicos bactericidas.
El equipo que dosifica un bactericida (cloro, soluciones de cloro, bromo, yodo,
u otro producto químico para matar o destruir las bacterias presentes en el
agua) debe contar con un elemento posfiltrante para eliminar la concentración
residual del bactericida.
6.2
Filtro potabilizador tipo bacteriológico. El dispositivo equipado con
una bujía de cerámica, cartucho de celulosa o fibras sintéticas y membrana
submicrómica reemplazables (de porosidad fina de 0,5 micras o menores, nominal),
la cual puede contener una sustancia o componente bactericida o bacteriostático;
este dispositivo retiene, mata, destruye o inhibe las bacterias y retiene
asimismo los sólidos suspendidos, presentes en el agua.
6.3
Ozonificador. El dispositivo equipado con un generador de ozono para matar o
destruir las bacterias presentes en el agua; debe contar con un elemento
prefiltrante (porosidad no mayor de 5,0 micras), para retener los sólidos
suspendidos.
6.4
Purificador germicida de luz ultravioleta. El dispositivo para matar o destruir
las bacterias presentes en el agua, equipado con una lámpara germicida de luz
ultravioleta y que debe contar con un elemento prefiltrante (porosidad no mayor
de 5,0 micras) para retener los sólidos suspendidos.
6.5
Otros. Aquellos que la autoridad sanitaria competente determine que se trata de
equipos de tratamiento de agua, de tipo doméstico, como se definen en esta Norma
y no se contemplan en la clasificación.
7. Especificaciones
7.1
Las personas físicas o morales que se dediquen al proceso e
importación de equipos de tratamiento de agua, de tipo doméstico, deben tener a
disposición de la autoridad sanitaria, un informe de resultados de
laboratorio sobre prueba de potabilidad de cada equipo en particular, de
conformidad con el método de prueba para evaluar la eficiencia en reducción
bacteriana, descrito en el Apéndice Normativo A de esta norma. El laboratorio
que efectúe la prueba debe ser acreditado o tercero autorizado.
La prueba de potabilidad es aceptable,
cuando el porcentaje en reducción bacteriana es igual o mayor a 95% para
organismos mesófilos aerobios e igual o mayor a 99,99% para organismos
coliformes totales.
7.2
La Secretaría de Salud determinará los casos en que el agua tratada a través de
un equipo de tratamiento de agua, de tipo doméstico, complementariamente a la
prueba de eficiencia en reducción bacteriana, debe ser sometida a análisis de
sustancias tóxicas provenientes de los elementos o sustancias que componen dicho
equipo.
7.3
La Secretaría de Salud determinará de acuerdo con el dictamen o solicitud
fundamentada técnicamente de dependencias, organismos oficiales y empresas
privadas, o por queja de un usuario, los casos en que un equipo de tratamiento
de agua, complementariamente a la prueba de eficiencia en reducción bacteriana,
debe ser sometido a pruebas de eficiencia referidas a vida útil (al tiempo que
es útil el equipo de potabilización). La prueba de eficiencia referida a vida
útil, se efectuará de acuerdo con la normatividad correspondiente.
7.4
Los equipos de tratamiento de agua de tipo doméstico deben ostentar en la
etiqueta o contraetiqueta las siguientes leyendas: Utilizar con agua de
abastecimiento público y Véase instructivo anexo o leyendas
alusivas.
7.5
El instructivo o manual de operación del equipo de tratamiento de agua de tipo
doméstico, debe contener cuando menos la siguiente información en
español:
7.5.1
Finalidad de uso.
7.5.2
Instrucciones de operación.
7.5.3
Condiciones de operación incluyendo, en su caso, para finalidad del
método de prueba o de verificación sanitaria las restricciones referentes a
características de calidad de agua.
7.5.4
Procedimiento de mantenimiento.
7.5.5
Vida útil referida a volumen de agua tratada o a
tiempo.
7.6
Las personas físicas o morales referidas en el punto 7.1 de este apartado, deben
tener a disposición de la autoridad sanitaria, cuando ésta la requiera, la
siguiente información:
7.6.1
Formulación de materias primas y partes componentes del
producto.
7.6.2
País de origen de las materias primas y partes componentes del
producto o, en su caso, indicar si es en su totalidad de importación. En este
último caso se debe señalar la fracción arancelaria comprendida en la Tarifa de
la Ley del Impuesto General de Importación.
7.6.3
Etiqueta del producto en español.
8. Concordancia con normas
internacionales y mexicanas
Esta Norma Oficial Mexicana no es
equivalente a ninguna norma internacional ni mexicana.
9. Bibliografía
9.1
Bacteriological Analytical Manual C. 5th. Edition. Food and Drug Administration.
Division of Microbiology. 1978. EUA.
9.2
Manual de Técnicas y Procedimientos de Laboratorio para Análisis Microbiológicos
de Agua Potable. Secretaría de Salud. Subsecretaría de Servicios de Salud D.G.E.
Laboratorio Nacional de Salud Pública. Reimpresión. México, D.F.
1989.
9.3
Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists. Thirteen
Ed., 1980. Washington D.C. EUA.
9.4
Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists. 1995.
Washington D.C. EUA.
9.5
Procedimiento Normalizado de Operación PNO-RMPM-001 para la Evaluación de
Germicidas. Laboratorio Nacional de Salud Pública. Departamento de Evaluación de
Riesgos Microbianos y Parasitarios. S.S.A. México, D.F. 1995.
9.6
Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public
Health Association. 14th Ed. Washington D.C. 1975 pp. 875-880.
EUA.
9.7
Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public
Health Association. 17th Ed. Washington D.C. 1992. EUA.
9.8
Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. American Public
Health Association. 18th Ed. Washington D.C. 1995. EUA.
10. Observancia de la
norma
La vigilancia en el cumplimiento de la
presente norma corresponde a la Secretaría de Salud y a los gobiernos de las
entidades federativas, en sus respectivos ámbitos de competencia.
11. Vigencia
La presente norma oficial mexicana
estará vigente a los 60 días naturales después de su publicación en el Diario
Oficial de la Federación.
Sufragio Efectivo. No
Reelección.
México, D.F., a 21 de septiembre de
2000.- El Presidente del Comité Consultivo Nacional de Normalización de
Regulación y Fomento Sanitario, Javier Castellanos Coutiño.-
Rúbrica.
APENDICE NORMATIVO A
METODO de prueba para evaluar la
eficiencia EN REDUCCION BACTERIANA
1. Introducción
La eficiencia de un equipo en la
reducción bacteriana, está dada por su capacidad para retener, destruir o matar
la carga microbiana presente en el agua cuando existe alguna contaminación
eventual. Esta eficiencia depende del diseño del equipo y el principio en que
esté basada su actividad.
2. Objetivo
Demostrar si el equipo cumple con las
propiedades que le son atribuidas por el fabricante, bajo las condiciones de
operación descritas por el mismo.
3. Método
Se inocula una fuente de agua con un
número conocido de colonias del microorganismo seleccionado para probar la
eficiencia del equipo. Posteriormente, el agua se somete al proceso descrito en
el Instructivo del equipo, proporcionado por el fabricante.
Se toman muestras del agua de prueba
antes y después de haberse sometido al tratamiento, de acuerdo con la
NOM-014-SSA1-1993. Se efectúan cuentas microbianas en dichas muestras para
constatar que se redujo el número de gérmenes en el agua tratada.
4. Material y equipo
-
Autoclave provisto de termómetro y/o manómetro, capaz de alcanzar temperatura de esterilización de 121 ± 2°C, probado con termómetro de máximas.
-
Espectrofotómetro con escala de Transmitancia o Nefelómetro de Mc Farland.
-
Horno para esterilizar a 160-180°C.
-
Incubadora de aire, con circulación mecánica, para operar a una temperatura de 35 ± 2°C.
-
Baño de agua, con circulación mecánica y mezcla de agua, para operar a una temperatura de 44,5 ± 0,2°C.
-
Potenciómetro
-
Pipetas serológicas estériles de 1 y 10 ml de capacidad, con graduación de una décima de su volumen total. (Se recomienda contar complementariamente con pipetas de 2, 5 y 11 ml de capacidad).
-
Tubos de cultivo de 22 x 175 mm, 20 x 200 mm, 16 x 160 mm y 10 x 100 mm, con tapa metálica o de rosca.
-
Botellas de Roux.
-
Asa de platino o micromel.
-
Contador manual.
-
Contador de colonias.
-
Cajas de Petri estériles de 100 X 15 mm.
-
Mecheros Fisher o Bunsen.
-
Solución salina estéril al 0,85% (8,5 g de cloruro de sodio, grado analítico en 1000 ml de agua).
5. Medios de cultivo
5.1
Agar nutritivo A.
|
- Extracto de carne
|
3,0 g
|
|
- Peptonametmex
|
5,0 g
|
|
- Agar libre de sales
|
15,0 g
|
|
- Agua destilada
|
1000,0
ml
|
Poner a ebullición durante tres minutos
el extracto de carne y la peptona (Bacto o equivalente); agregar el agar y
calentar, agitando continuamente hasta disolver.
Distribuir en tubos de 10 x 100 mm y
esterilizar 20 minutos a 121°C (el medio no debe sufrir sobrecalentamiento, lo
que se evita por un precalentamiento del autoclave).
Utilizar este medio para efectuar los
subcultivos.
5.2.
Agar nutritivo B.
Preparar del mismo modo que el Agar
nutritivo A, descrito en el punto 5.1, pero agregando 30 g de agar libre de
sales en lugar de los 15 g especificados en dicho punto.
Distribuir 20 ml del medio en cada
botella de Roux.
Utilizar este medio para preparar el
cultivo de referencia.
6. Microorganismo de
prueba
Cepa de Escherichia coli
ATCC 11229
7. Preparación del cultivo de
referencia
Tomar una asada de la cepa de
Escherichia coli y sembrar en una botella de Roux con agar nutritivo B;
incubar de 20 a 24 horas a una temperatura de 35 ± 2°C. Hacer por lo menos tres
siembras.
8. Preparación del
subcultivo
Tomar una asada de cada cultivo de
referencia y resembrar en tubos independientes con Agar nutritivo A; incubar
20-24 horas a una temperatura de 35 ± 2°C.
9. Preparación de la suspensión de
Escherichia coli
9.1.
A partir del subcultivo en tubo ya desarrollado, adicionar 5 ml de solución
salina al 0,85% estéril y agitar suavemente en forma manual, rotando
verticalmente el tubo entre las dos manos, para obtener una suspensión
bacteriana, la cual se transfiere a un tubo estéril.
9.2.
Determinación de la concentración de organismos mesófilos aerobios en la
suspensión de Escherichia coli, utilizando uno de los dos métodos que se
presentan en los puntos 9.2.1 y 9.2.2.
9.2.1
Método espectrofotométrico.
Determinar la concentración de
bacterias en UFC/ml, utilizando la Tabla 1.
Tabla 1
|
370
|
420
|
490
|
530
|
550
|
580
|
650
|
LONGITUD DE ONDA EN
nm
|
|
% TRANSMITANCIA CON
FILTROS
|
UFC/ml x 109
| ||||||
|
7,0
|
4,0
|
6,0
|
6,0
|
6,0
|
7,0
|
8,0
|
13,0
|
|
8,0
|
5,0
|
7,0
|
7,0
|
7,0
|
8,0
|
9,0
|
11,5
|
|
9,0
|
6,0
|
8,0
|
8,0
|
8,0
|
9,0
|
10,0
|
10,2
|
|
10,0
|
7,0
|
9,0
|
9,0
|
9,0
|
10,0
|
11,0
|
8,6
|
|
11,0
|
8,0
|
10,0
|
10,0
|
10,0
|
12,0
|
13,0
|
7,7
|
|
13,0
|
9,0
|
12,0
|
12,0
|
12,0
|
13,0
|
15,0
|
6,7
|
Nota.
La calibración del aparato debe realizarse con solución salina
estéril.
9.2.2
Método nefelométrico.
Determinar la concentración de
bacterias en UFC/ml, utilizando la Tabla 2.
Tabla 2
|
Solución de BaCI2 al
10%
ml |
Solución de H2SO4
al 1,0%
ml |
Escala de
Mc Farland |
UFC
millones/ml |
|
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
|
9,9
9,8
9,7
9,6
9,5
9,4
9,3
9,2
9,1
9,0
|
4,0
3,7
3,5
3,4
3,3
3,2
3,15
3,10
3,04
3,00
|
300
600
900
1 200
1 500
1 800
2 100
2 400
2 700
3
000
|
9.3
Diluir la suspensión bacteriana con solución salina estéril al 0,85%,
a la transmitancia o turbiedad elegida, de acuerdo con la concentración de
bacterias establecida en el punto 10.2.
10. Preparación de agua de
prueba
10.1
El agua de prueba se debe preparar con agua de sistema de abastecimiento
público, ajustada o que cumpla con los límites permisibles de la
NOM-127-SSA1-1994, en los parámetros que incidan o afecten la eficiencia del
equipo de tratamiento, conforme al contenido del instructivo respectivo,
proporcionado por el fabricante o distribuidor al laboratorio acreditado que
efectúe la prueba.
10.2
Preparar un volumen de 100 litros de agua de prueba, libre de bactericidas y
bacteriostáticos, para operar el equipo inoculando el volumen de suspensión de
Escherichia coli requerido, para alcanzar una carga total de bacterias
(organismos mesófilos aerobios) de 5 000 a 10 000 UFC/ml y una concentración de
organismos coliformes totales mayor o igual a 240 NMP/100 ml o UFC/100
ml.
10.3
Determinar para el agua de prueba la concentración real de organismos mesófilos
aerobios en UFC/ml de acuerdo con la Norma Oficial Mexicana NOM-092-SSA1-1994 y
la concentración real de organismos coliformes totales de acuerdo con la Norma
Oficial Mexicana NOM-112-SSA1-1994 o con los métodos alternativos presentados en
los Apéndices Informativos A y B.
11. Desarrollo de la prueba
11.1
Instalar el equipo y operarlo con agua de prueba, de acuerdo con el instructivo
respectivo del fabricante o distribuidor.
11.2
Alimentar el equipo con agua de prueba.
11.3
Después de 10 minutos de operar el equipo, tomar tres muestras de agua de prueba
sin tratar y a continuación tres muestras de agua tratada; determinar la
concentración de organismos mesófilos aerobios en UFC/ml de acuerdo con la Norma
Oficial Mexicana NOM-092-SSA1-1994 y la concentración de organismos coliformes
totales de acuerdo con la Norma Oficial Mexicana NOM-112-SSA1-1994 o con los
métodos alternativos presentados en los Apéndices Informativos A y
B.
12. Cálculos
Con los resultados de cuenta de
organismos mesófilos aerobios y la concentración de organismos coliformes
totales en agua de prueba sin tratar y tratada (media aritmética), calcular los
porcentajes en la reducción bacteriana de acuerdo con las fórmulas especificadas
en los puntos 12.1 y 12.2.
12.1
Porcentaje en reducción bacteriana de organismos mesófilos
aerobios:
En donde:
% RBMA.- Porcentaje en reducción
bacteriana de organismos mesófilos aerobios.
(organismos mesófilos aerobios)APST.-
Cuenta de organismos mesófilos aerobios en UFC/ml de agua de prueba sin
tratar.
(organismos mesófilos aerobios)APT.-
Cuenta de organismos mesófilos aerobios en UFC/ml de agua de prueba
tratada.
12.2
Porcentaje en reducción bacteriana de organismos coliformes
totales.
En donde:
% RBCT. Porcentaje en reducción
bacteriana de organismos coliformes totales.
(coliformes totales)APST.-
Cuenta de organismos coliformes totales en NMP/100 ml o UFC/100 ml de agua de
prueba sin tratar.
(coliformes totales)APT.-
Cuenta de organismos coliformes totales en NMP/100 ml o UFC/100 ml de agua de
prueba tratada.
13. Reporte
Prueba de potabilidad aceptable, si el
porcentaje en reducción bacteriana es igual o mayor a 95% para organismos
mesófilos aerobios e igual o mayor a 99,99% para organismos coliformes
totales.
APENDICE INFORMATIVO A.
DETERMINACION de organismos coliformes
totales. METODO del sustrato CROMOGENICO
(ver
Nota1 a pie de página)
1. Introducción
La determinación de organismos
coliformes por medio del sustrato cromogénico, se fundamenta en el uso de
sustratos cromogénicos hidrolizables para la detección de enzimas de bacterias
coliformes. Cuando se utiliza esta técnica, el grupo se define como todas las
bacterias que poseen la enzima ß-D-galactosidasa y capaces de romper el sustrato
cromogénico, dando como resultado una liberación del cromógeno. A diferencia del
método de fermentación de lactosa que permite el crecimiento de muchos
organismos aeróbicos y elimina o suprime algunos no-coliformes con inhibidores
químicos, esta técnica provee nutrientes que son más selectivos y específicos
para el crecimiento de coliformes. La prueba puede usarse tanto en tubos
múltiples como en formato presencia-ausencia (muestras individuales de 100 ml).
La obtención de resultados válidos requiere la aplicación estricta de los
procedimientos de control de calidad.
2. Principio
El sustrato cromogénico tal como el
orto-nitrofenil-ß-D galactopiranósido (ONPG) u otro equivalente, es empleado
para detectar la enzima ß-D-galactosidasa, la cual es producida por bacterias
coliformes totales. La enzima ß-D-galactosidasa hidroliza al sustrato y provoca
un cambio de color, el cual indica y sustenta una prueba positiva después de 24
a 28 horas sin procedimientos adicionales. Las bacterias no coliformes, tales
como las especies del género Aeromonas y Pseudomonas, que producen pequeñas
cantidades de la enzima ß-D-galactosidasa, son suprimidas y no pueden producir
una respuesta positiva durante las 28 horas a menos de que más de 104
(10 000) unidades formadoras de colonias (UFC) por ml (106 UFC/100
ml) estén presentes.
3. Aplicaciones
La prueba de coliformes con sustrato
cromogénico se recomienda para el análisis de muestras de agua potable, agua
purificada o agua limpia proveniente de cualquier fuente. Inicialmente, los
laboratorios planearon usar este procedimiento conduciendo pruebas paralelas con
una de las pruebas de coliformes estándar por un periodo de varios meses para
evaluar la efectividad de la prueba para el tipo específico de agua analizada y
para determinar el número relativo de pruebas positivas obtenido por las dos
técnicas.
Las muestras de agua que contienen
materiales húmicos o de otro tipo pueden estar coloreadas. Si hay color de
fondo, se comparan los tubos inoculados con un tubo de control conteniendo
únicamente muestra de agua. Ciertas aguas con alto contenido de sales de calcio
pueden causar precipitación, pero ésta no debe afectar la reacción.
La prueba del sustrato cromogénico no
se usa para verificar siembras presuntivas de coliformes o colonias de
filtración con membrana porque el sustrato puede ser sobrecargado por el inóculo
pesado de ß-D-galactosidasa débil producido por no-coliformes, causando
resultados falsos positivos.
En lo que se refiere a Escherichia
Coli, un sustrato fluorogénico como el 4-metilumbeliferil-ß-D-glucorónido
(MUG) es utilizado para detectar la enzima ß-glucoronidasa, la cual es producida
por E. Coli. La enzima ß-glucoronidasa hidroliza el sustrato, produciendo
fluorescencia cuando el líquido es expuesto a la luz ultravioleta de onda larga
(366 nm). La presencia de fluorescencia indica una respuesta positiva para E.
coli. Algunas Shigella spp también pueden producir una
respuesta positiva. Debido a que Shigella spp son reconocidas como
patógenas humanas, no están consideradas como perjudiciales para probar la
calidad sanitaria del agua.
4. Formulación del
sustrato
Las formulaciones del sustrato se
presentan comercialmente en tubos para el procedimiento de tubos múltiples o en
recipientes para muestras de 100 ml para la determinación de presencia/ausencia.
También son aprovechables porciones prepesadas del reactivo para mezclar y
dosificar en tubos múltiples para pruebas de 10 ml u otros recipientes para
muestras de 100 ml. Se requiere de un proveedor confiable para el aseguramiento
de calidad y uniformidad del sustrato comercial. Se debe evitar la exposición
prolongada del sustrato a la luz directa del sol.
La formulación en polvo contiene los
siguientes compuestos anhidros (por litro de sustrato preparado) (ver
Nota2 a pie de página)
|
Sulfato de amonio
(NH4)2SO4
|
5,00 g
|
|
Sulfato de manganeso,
MnSO4
|
0,0005 g
|
|
Sulfato de zinc, ZnSO4
|
0,0005 g
|
|
Sulfato de magnesio, MgSO4
|
0,10 g
|
|
Cloruro de sodio, NaCl
|
10,0 g
|
|
Cloruro de calcio, CaCl2
|
0,05 g
|
|
Sulfito de sodio,
Na2SO3
|
0,04 g
|
|
Amfotericina B
|
0,001 g
|
|
O-Nitrofenil-ß-D-galactopiranósido
|
0,50 g
|
|
4-Metilumbeliferil-ß-D-glucorónido
|
0,075 g
|
|
Solanio (ver Nota3 a pie de
página)
|
0,50 g
|
|
Buffer Hepes de sal de sodio
|
5,3 g
|
|
Buffer Hepes de ac, orgánicos (ver
Nota4 a pie de página)
|
6,9
g
|
5. Procedimiento
5.1
Procedimiento de tubos múltiples. Seleccione el número apropiado de
tubos por muestra con medio predosificado para la prueba de tubos múltiples y
rotule. Siga las instrucciones del fabricante para preparar la serie de
diluciones. Asépticamente, adicione 10 ml de muestra a cada tubo, tape
herméticamente y agite vigorosamente para disolver. La mezcla resultante es
incolora. Algunas partículas pueden resultar insolubles durante la prueba, esto
no afectará su desarrollo.
El procedimiento también puede ser
desarrollado con la adición de cantidades apropiadas del sustrato reactivo a la
muestra, mezclando vigorosamente y dosificando en cinco o diez tubos estériles.
Incube a 35±0,5°C por 24 horas.
5.2
Procedimiento de presencia/ausencia. Adicione asépticamente sustrato
enzimático prepesado a 100 ml de muestra en un vaso, estéril, transparente, no
fluorescente de borosilicato o en una botella o recipiente equivalente.
Opcionalmente adicionar 100 ml. de muestra al sustrato enzimático en un
recipiente provisto por el fabricante. Tape asépticamente y mezcle vigorosamente
para disolver. Incube a 35+0,5°C por 24 horas.
6. Interpretación
Después de 24 horas de incubación
examine si existe cambio de color en los tubos o recipientes. Cuando el sustrato
es orto-nitrofenil-ß-D-galactopiranósido (ONPG) es hidrolizado por la enzima de
la bacteria para producir ortonitrofenol amarillo; algunos sustratos usados en
otras formulaciones pueden producir respuestas de diferente color. La respuesta
cromogénica descrita es una reacción positiva para coliformes totales. Si el
cambio de color no es uniforme en todo el tubo, mezcle por inversión antes de la
lectura. Comparar cada tubo nuevamente con el comparador de color disponible de
la fuente comercial del sustrato. Si la intensidad del color es mayor o igual a
la del comparador, los coliformes totales están presentes. Las muestras son
negativas para coliformes totales si no se observa color. Si la respuesta
cromogénica es cuestionable después de 24 horas, incube 4 horas más. Si se
intensifica el cromógeno, la muestra es positiva para coliformes totales; si no
sucede esto, la muestra es negativa.
7. Reporte
Si se desarrolló el procedimiento de
NMP, calcular el valor de NMP del número de tubos o celdas positivos, de acuerdo
con las tablas de número más probable, correspondientes al sistema utilizado. Si
se utiliza el procedimiento de presencia/ausencia, reportar resultados de
coliformes totales presentes a ausentes en 100 ml de muestra.
8. Control de calidad
Pruebe cada lote de sustrato comercial
desarrollando la prueba por inoculación con tres bacterias de control;
Escherichia coli, otra coliforme total diferente a E. coli (por
ejemplo Enterobacter cloacae) y una no coliforme. Evite el uso de
inóculos pesados. Si se usan Pseudomonas como el no coliforme
representativo, seleccione una especie no fluorescente. Incube estos controles a
35 ± 0,5°C por 24 horas. Lea y registre los resultados.
9. Bibliografía
Edberg. S.C., M.J. Allen, D.B.Smith
& the National Collaborative Study, 1988. National field evaluation of a
defined substrate method for the simultaneous enumeration of total coliforms and
Escherichia coli from drinking water: Comparison with the standard multiple tube
fermentation method. Appl. Environ. Microbiol. 54:1595.
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defined substrate technology for the enumeration of microbial indicators of
environmental pollution. Yale J. Biol. Med. 61:389.
Covert, T.C., L.C. Shadix, E.W. Rice,
J.R. Haines & R.W. Frey Berg, 1989. Evaluation of the autoanalysis Colilert
test for detection and enumeration of total coliforms. Appl. Environ. Microbiol.
55:2443.
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from a public water supply. Appl. Environ. Microbiol 55:380.
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defined substrate method for the simultaneous detection of total coliforms and
Escherichia coli from drinking water: Comparison with presence-absence
techniques. Appl. Environ. Microbiol. 55:1003.
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& N.J. Kaiz, 1990. Enumeration of total coliforms and Escherichia coli from
source water by tha defined substrate technology. Appl. Environ. Microbiol.
56:366.
Edberg S.C., M.J. Allen, D.B. Smith,
1991. Defined substrate technology method for rapid ans simultaneous enumeration
of total coliforms and Escherichia coli from water: Collaborative study. J.
Assoc. Offic. Anal. Chem. 74:526.
Edberg, S.C., F. Ludwig & D.B.
Smith, 1991. The Colilert System for total coliforms and Escherichia coli.
American Water Works Research Foundation, Denver, Colo.
APENDICE INFORMATIVO B
DETERMINACION DE BACTERIAS COLIFORMES
TOTALES Y COLIFORMES FECALES-METODO DE FILTRACION POR MEMBRANA
1. Fundamento
Este método se basa en la filtración de
una muestra para concentrar células viables sobre la superficie de una membrana
y transferirlas a un medio de cultivo apropiado, para posteriormente contar el
número
de unidades formadoras de colonias (UFC) desarrolladas después de la incubación.
de unidades formadoras de colonias (UFC) desarrolladas después de la incubación.
2. Material
-
Autoclave con termómetro y manómetro, capaz de alcanzar temperaturas de esterilización.
-
Material para envolver esterilizable (papel kraft, bolsas de polímero resistentes al calor, otros).
-
Membranas para filtración estériles con poro de 0,45 milimicras y cojinetes absorbentes de 47 mm de diámetro.
-
Sistema de filtración.
-
Sistema de luz ultravioleta para esterilización de las unidades de filtración.
-
Bomba de vacío (20-27 pulgadas Hg), tubería y aditamentos herméticos para mantener el vacío.
-
Matraz Kitazato.
-
Cajas Petri desechables o de vidrio estériles de 50 x 90 mm.
-
Marcador indeleble o equivalente.
-
Pinzas de acero inoxidable.
-
Propipeta de 50 ml de capacidad.
-
Botellas de borosilicato con capacidad de 150 ml y tapa de rosca.
-
Pipetas bacteriológicas de 1, 2, 5, 10 y 25 ml de capacidad, estériles y protegidas con tapón de algodón.
-
Utensilios estériles como: cucharas, cucharones, picahielos, destapadores, abrelatas, entre otros.
-
Microscopio estereoscópico, óptico o equivalente.
-
Incubadora ajustada a temperatura de 35ºC ± 1ºC.
-
Contador mecánico o manual de Tally.
-
Recipientes estériles para muestras (frascos, botellas, jarras, bolsas, otros).
-
Balanza granataria con sensibilidad de 0,1 g.
-
Portaasa y asa bacteriológica.
-
Portaobjetos.
3. Reactivos y medios de
cultivo
3.1
Agar cuenta estándar
Preparar de acuerdo con las
instrucciones del fabricante o por ingredientes:
El pH final debe ser de 7.0 ± 0,2
después de esterilizar a 121ºC durante 15 minutos.
3.2
Agar ENDO LES
|
3.2.1 Ingredientes
|
Cantidad
(g)
|
|
Extracto de levadura
|
1,2
|
|
Casitona o tripticasa
|
3,7
|
|
Tiopeptona o tiotona
|
3,7
|
|
Triptosa
|
7,5
|
|
Lactosa
|
9,4
|
|
Fosfato ácido de potasio -
K2HPO4
|
3,3
|
|
Fosfato de potasio -
K3PO4
|
1,0
|
|
Cloruro de sodio - NaCI
|
3,7
|
|
Desoxicolato de sodio
|
0,1
|
|
Lauril sulfato de sodio
|
0,05
|
|
Sulfito de sodio -
Na2SO3
|
1,6
|
|
Fucsina básica
|
0,8
|
|
Agar
|
15,0
|
|
Agua grado reactivo
|
1000,0
ml
|
3.2.2
Preparación
Rehidratar el medio en un litro de agua
que contenga 20 ml de etanol al 95%, no desnaturalizado (lo cual reduce el
crecimiento Background y el tamaño de la colonia). Llevar hasta ebullición para
disolver el agar, retirar del calor y enfriar a 45-50ºC. No esterilizar en
autoclave. El pH final debe ser 7,0 ± 0,2. Distribuir en cantidades de 5 a 7 ml
dentro de cajas de Petri de 60 mm de vidrio o plástico. Si se utilizan placas de
otro tamaño, ajustar la cantidad de medio. No exponer las placas a la luz
directa del sol. Almacenar en la oscuridad de 4 a 8ºC, preferiblemente en bolsas
de plástico selladas u otros recipientes para reducir la pérdida de humedad.
Descartar el medio que no se utilizó después de 2 semanas.
3.3
Medio ENDO
|
3.3.1 Ingredientes
|
Cantidad
(g)
|
|
Triptosa o polipeptona
|
10,0
|
|
Tiopeptona o tiotona
|
5,0
|
|
Casitona o tripticasa
|
5,0
|
|
Extracto de levadura
|
1,5
|
|
Lactosa
|
12,5
|
|
Cloruro de sodio - NaCI
|
5,0
|
|
Fosfato ácido dipotásico -
K2HPO4
|
4,375
|
|
Fosfato dihidrógeno potásico -
KH2PO4
|
1,375
|
|
Lauril sulfato de sodio
|
0,05
|
|
Desoxicolato de sodio
|
0,10
|
|
Sulfito de sodio -
Na2SO3
|
2,1
|
|
Fuscina básica
|
1,05
|
|
Agar (opcional)
|
15,0
|
|
Agua grado reactivo
|
1000,0
ml
|
3.3.1
Rehidratar el medio en un litro de agua que contenga 20 ml de etanol
al 95%. Calentar hasta ebullición para disolver el agar, retirar del calor y
enfriar entre 45-50ºC. Distribuir en cantidades de 5 a 7 ml a cajas de Petri
desechables o de vidrio de 60 mm de diámetro. No esterilizar en autoclave. El pH
final debe ser de 7,1 – 7,3.
Almacenar el medio (Caldo o Agar) en la
oscuridad de 4 a 8ºC y descarte cualquier caldo de medio sin usar después de 96
horas y el agar sin usar después de 2 semanas.
Medio líquido: 2 ml por placa, sin
agar; se puede usar un cojinete absorbente si está certificado, libre de sulfito
u otro agente tóxico a una concentración que pueda inhibir el desarrollo
bacteriano.
4. Procedimiento
Generalmente, el enriquecimiento del
medio de cultivo puede mejorar la valoración de la calidad del agua para beber.
Sin embargo, este paso puede eliminarse en el análisis de rutina de este tipo de
agua ya que varios estudios mostraron que se obtienen resultados adecuados por
la técnica simple de filtración por membrana en un solo paso. Sin embargo, se
recomienda que, en lo posible, se verifiquen todas las muestras de agua que den
resultados positivos.
4.1
Selección del tamaño de muestra
El tamaño de muestra lo determina la
densidad bacteriana, lo cual en muestras de agua para beber estará limitado sólo
por el grado de turbiedad o por el crecimiento de bacterias no coliformes sobre
el medio.
El volumen de muestra sugerida para
prueba de coliformes totales y coliformes fecales por esta técnica es de 100
ml.
4.2
Filtración de la muestra
Utilizando pinzas estériles, colocar
una membrana estéril (cuadriculado hacia arriba) sobre el portafiltro poroso.
Cuidadosamente coloque el embudo sobre el receptáculo y asegúrelo en su lugar.
Filtre la muestra bajo vacío parcial, con el filtro aún en su lugar, enjuague el
embudo mediante la filtración de tres porciones de 20 a 30 ml de solución buffer
estéril. Una vez complementado el enjuague final y que el proceso de filtración
haya concluido, quitar el embudo e inmediatamente después retire la membrana con
pinzas estériles y colóquela sobre el medio selectivo con un movimiento circular
a fin de evitar la entrada de aire. Meter un control de 100 ml de solución
buffer estéril cada 10 muestras para checar posible contaminación cruzada o
buffer contaminado. Incubar el control bajo las mismas condiciones de la
muestra.
Usar unidades de filtración estériles
al principio de cada serie de filtraciones, como precaución mínima para prevenir
contaminación accidental. Una serie de filtraciones se considera cuando hay un
intervalo de interrupción de 30 minutos o más entre cada filtración de muestras.
Después de tales interrupciones, tratar cualquier muestra como una serie de
filtración y esterilizar toda la unidad de filtración en uso. Descontaminar este
equipo entre filtraciones sucesivas, ya sea por medio de luz ultravioleta (UV) o
esterilizando apropiadamente en autoclave de acuerdo con las características del
equipo. No exponer la preparación de cultivo con el filtro de membrana al rango
de radiación UV que pueda salir de la cabina de esterilización. Se recomienda
protegerse los ojos, pueden usarse lentes de seguridad o de vidrio prescritos
para la adecuada protección contra la luz UV de la columna de esterilización,
que no se aísle durante el tiempo de exposición. Limpie el tubo de UV
regularmente y cheque periódicamente su efectividad para asegurar que haya un
99,99% de muerte bacteriana en 2 minutos de exposición.
4.3
Técnica de enriquecimiento
Colocar un cojinete absorbente en una
caja de Petri estéril y pipetear 1,8 a 2,0 ml de caldo lauril triptosa para
saturar el cojinete. Cuidadosamente remueva cualquier exceso de líquido del
cojinete. Asépticamente colocar sobre el cojinete una membrana a través de la
cual se haya filtrado una muestra de agua, incubar la membrana sin invertir la
caja durante 15 a 20 horas a 35 ± 0,5ºC en una atmósfera de 90% de humedad
relativa.
Si se usa el medio de agar base tipo
ENDO, remover el enriquecimiento de la incubadora, separar la membrana del
cojinete con el enriquecimiento y colocar sobre la superficie del agar. La
colocación incorrecta de la membrana a su vez se pone de manifiesto, porque
partes de la membrana no se tiñen, lo cual indica entrada de aire. Donde suceda
esto, cuidadosamente resitúe la membrana sobre la superficie de agar. Si se usa
medio líquido, colocar un cojinete estéril nuevo en el fondo de la caja y
saturar con 1,8 – 2,0 ml de medio M-ENDO; separar la membrana del cojinete con
el enriquecimiento y colocar sobre la superficie del M-ENDO, con las
precauciones antes descritas. Descartar el cojinete de enriquecimiento
utilizado.
A continuación, con el medio ya sea
agar o líquido (con cojinete), invertir las placas e incubar por 20 - 22 horas a
35 ± 0,5ºC.
4.4
Técnica alternativa directa en paso simple
Si se usa medio de agar base, colocar
la membrana después de filtrar la muestra de agua, directamente sobre el agar
como se describió anteriormente en el apartado 4.3 e incubar por 24 ± 2 horas a
35 ± 0,5ºC.
Si se usa medio líquido, colocar un
cojinete sobre la placa y saturar con 1,8 a 2,0 ml de medio M-ENDO. Colocar la
membrana después de filtrar la muestra de agua, directamente sobre el cojinete;
invierta la caja e incube por 24 ± 2 horas a 35 ± 0,5ºC.
4.5
Conteo: Para determinar la cuenta de colonias sobre el filtro de
membrana, usar un microscopio binocular de disección de bajo poder (10 a 15
aumentos) u otro aparato óptico similar, con lámpara fluorescente de luz blanca
con rango perpendicular, tanto como sea posible al plano del filtro.
Las colonias típicas de coliformes
totales tienen color rojo oscuro con brillo metálico. El área brillante puede
variar de tamaño desde que sólo brille la parte superior de la colonia hasta que
abarque la superficie total de la colonia, las colonias atípicas de coliformes
pueden ser rojo oscuro o nucleadas sin brillo. Las colonias que no tengan brillo
pueden ser rosas, rojas, blancas o incoloras y se consideran no coliformes. No
existe correlación entre la cuenta de colonias (coliformes o no coliformes)
sobre el medio tipo ENDO y el número total de bacterias presentes en la muestra
original. Sin embargo, una cuenta alta de bacterias no coliformes puede
interferir con el máximo desarrollo de coliformes. La refrigeración de los
cultivos (después de 22 horas de incubación) con alta densidad de colonias no
coliformes de 0,5 a 1 hora antes de contar puede prevenir la dispersión y puede
ayudar a discernir el brillo metálico. La incubación anaeróbica a 35ºC por 24
horas de algunas muestras de agua subterránea, pueden suprimir el desarrollo de
colonias de no coliformes, pero debe ser cuidadosamente evaluada para asegurar
no perder la recuperación de los coliformes.
Las muestras de agua tratada, efluente
o residual puede incluir bacterias estresadas que crecen relativamente lento y
producen un máximo brillo en 22-24 horas. Los organismos de fuentes no tratadas
pueden producir brillo a las 16-18 horas y el brillo puede, subsecuentemente,
disminuir después de 24-30 horas.
4.6
Verificación de los coliformes
Ocasionalmente, las colonias de no
coliformes aparecen como colonias típicas con brillo. Las colonias atípicas
(rojo oscuro, nucleadas sin brillo metálico) ocasionalmente pueden ser
coliformes. Es recomendable verificar ambos tipos de colonias, mediante una
prueba de fermentación de lactosa o por el uso de procedimientos alternativos,
que involucren ambos una prueba rápida (4 horas) o por reacciones bioquímicas
típicas o un sistema multiprueba para especies.
4.6.1
Fermentación de la lactosa.
Verificar colonias típicas y atípicas
incluidas en la cuenta directa; probar un mínimo de 5 de tales colonias, por
trasferencia del crecimiento de cada colonia en caldo lauril triptosa, incubar a
35 ± 0,5ºC durante 48 horas.
La formación de gas en caldo lauril
triptosa y su conformación en caldo lactosa con verde brillante dentro de las 48
horas verifica a la colonia probada como coliforme.
4.6.2
Verificación alternativa de coliformes.
Aplicar este procedimiento alternativo
de verificación de coliformes para colonias aisladas sobre el filtro de
membrana. Si no hay colonias aisladas o si la separación entre las colonias es
de menos de 2 mm, estriar el crecimiento a medio M-ENDO para asegurar la pureza
del cultivo y transferir al tubo de fermentación.
4.6.2.1
Prueba rápida.
Una verificación rápida de las colonias
es la prueba de citocromo oxidasa (CO) y Beta-galactoxidasa (ONPG). La reacción
de los coliformes es de CO negativa y ONPG positiva con 4 horas de incubación
del tubo de cultivo o procedimiento de microprueba.
4.6.2.2
Sistema multiprueba comercial.
Verificar las colonias por estrías para
su purificación, seleccionar colonias perfectamente aisladas e inocular dentro
de un sistema multiprueba para enterobacterias que incluya reacciones de
fermentación de lactosa, CO y ONPG.
5. Cálculos
Cálculo de la densidad de
coliformes.
Hacer el conteo, usando filtros de
membrana con 20 a 80 colonias de coliformes y no más de 200 colonias para
cualquier tipo de colonia según la siguiente ecuación:
5.1
Agua con finalidad para consumo humano (considerando las
especificaciones establecidas en la NOM-127-SSA1-1994).
Con agua de buena calidad, la presencia
general de coliformes es mínima. Por lo tanto, se deben contar todas las
colonias de coliformes (cajas con 20 a 80 colonias) y usar la fórmula dada
anteriormente para obtener la densidad de coliformes.
Si existe un crecimiento confluente,
que es un desarrollo que cubre el área de filtración completa de la membrana o
una porción y las colonias no están bien distribuidas, reportar los resultados
como "crecimiento confluente con (sin) coliformes" y solicite un nuevo muestreo
del mismo sitio. Si el número total de colonias bacterianas, coliformes o no
coliformes excede las 200 por membrana o si las colonias no son suficientemente
distinguibles una de la otra para asegurar el conteo, reporte los resultados
como "Demasiado numerosas para contar" (DNPC). La presencia de coliformes en
tales cultivos, se verifica mediante la colocación del filtro de membrana
completo dentro de un tubo estéril con caldo bilis verde brillante. Como
alternativa arrastre la superficie completa del cultivo de la membrana con una
asa estéril o con un isopo de algodón estéril e inocule a un tubo de caldo
lactosado y a otro de caldo bilis verde brillante.
Si se produce gas de este cultivo
dentro de las 48 ± 3 horas a 35 ± 0,5ºC, se concluye la presencia de
coliformes.
Se recomienda reportar "Crecimiento
confluente" o "Demasiado numerosas para contar" con al menos una colonia de
coliformes detectable (verificada) como una muestra positiva de coliforme total.
No se recomienda reportar únicamente "Crecimiento confluente" o "Demasiado
numerosas para contar".
Cuando no se detectan coliformes,
habiendo utilizado volúmenes de muestra pequeños, se requiere una nueva muestra
y seleccionar volúmenes más apropiados para la filtración por membrana.
Normalmente se requieren volúmenes de 25, 50 o 100 ml para agua destinada al
consumo humano.
Para reducir interferencia de
sobrecrecimiento, en lugar de filtrar 100 ml, filtre porciones de 50 ml a través
de 2 diferentes membranas, porciones de 25 ml a través de 4 diferentes
membranas, y así sucesivamente. La cuenta de coliformes totales observadas sobre
todas las membranas se suma y se reporta el número total en 100 ml.
____________________
1 Aprobado por el Committee of
Standard Methods, 1992.
2 Alternativamente se pueden
utilizar productos con diferentes formulaciones, debidamente
acreditados.
3 Solanio es una mexcla de
diversos químicos incluyendo antibióticos. Es propiedad de Environetics,
Branford, Conn.
4
N-2-hidroxietilpiperazina-N-2-ácido etano sulfónico.
Entradas
